Projekttagebuch der Universität Hamburg

Am letzten Tag der Giant Jamboree wurden Preise verliehen für die besten High School, undergraduate (Bachelor) und overgraduate (Master) Teams. Darunter Preise in den Kategorien ‚beste Präsentation‘, ‚bestes Poster’oder ‚bestes Projekt‘. Die Preisverleihung war für uns erstaunlich emotional, denn dabei realisiert man, was man eigentlich im ganzen letzten Jahr geschafft hat und das nach der Verleihung alles vorbei ist. Daher sind wir auch besonders stolz, für unsere Arbeit mit der Goldmedaille ausgezeichnet worden zu sein. Bei iGEM gibt es ähnlich den Bundesjugendspielen drei verschiedene Medaillen (Bronze, Silber, Gold), die jedes Team erreichen kann, wenn es bestimmte Kriterien erfüllt. Darunter sind Kriterien wie ‚demonstrate your work‘, also zeigen dass das Projekt funktioniert oder ‚integrated human practices‘, wo man sich mit Experten austauschen soll. Wir haben alle Kriterien der Goldmedaille erfüllt und freuen uns, dass wir den Titel des letzten Hamburger Teams (2018) verteidigen konnten. 

Heute war für uns der bisher aufregendste Tag der Giant Jamboree. Wir haben unser Projekt in einem Vortrag präsentiert und mussten uns den Fragen der Juroren stellen. Zudem mussten wir unser Poster allen 6 Juroren einzeln vorstellen und ihnen erneut Rede und Antwort stehen. Da wir unsere Präsentation erst um 17 Uhr gehalten haben und die letzte Postersession im Anschluss bis 20 Uhr ging, waren wir den ganzen Tag ziemlich angespannt und aufgeregt. Auf dem Foto seht ihr Stine bei unserem Vortrag vor den Juroren. Neben ihr stehen Marcel und Linus. Nach dem Vortrag ist der Rest des Teams auf die Bühne gekommen, um gemeinsam die Fragen der Juroren zu beantworten. Insgesamt sind wir sehr zufrieden mit unserem Vortrag und auch die Fragen konnten wir alle beantworten. Bei der Postersession haben wir gemerkt, dass die Juroren gar keine fiesen Personen sind, sondern Wissenschaftler, die uns helfen wollen und mit ihren Fragen versuchen, auf eventuelle Lücken im Projekt hinzuweisen. Davon sind wir sehr positiv überrascht. Zusammengefasst war heute ein sehr aufregender Tag und wir sind froh, dass wir nach einer so tollen Präsentation sowohl beim Vortrag als auch beim Poster entspannt ins Bett fallen können.

Morgen Nachmittag findet um 17 Uhr unsere eigene Präsentation statt. Wir haben 20min Zeit, unser Projekt den Juroren und den anderen iGEM Teams vorzustellen. Im Anschluss stellen die Juroren und das Auditorium Fragen zu unserem Projekt. Wir sind deshalb schon sehr aufgeregt und haben den Vortrag schon einmal in einem der Konferenzräume geprobt (s. Bild oben). Ein anderes Team hat sich netterweise zu uns gesellt und uns Feedback gegeben.Heute Abend haben wir uns zusätzlich zusammen in unserer Unterkunft ins Wohnzimmer gesetzt und die Präsentation mit Hilfe des Fernsehbildschirms weitergeprobt (s. Bild unten). Toi toi toi für morgen!

Auf dem heutigen Konferenztag haben wir uns mit vielen weiteren Teams unterhalten und uns ihre Poster und Präsentationen angeschaut. Dabei haben wir auch ordentlich Werbung für unsere Präsentation morgen Nachmittag gemacht und alle dazu eingeladen. Besonders interessant sind für uns die Präsentationen von teilnehmenden Elite-Universitäten wie Oxford, Harvard, St. Andrews und natürlich dem MIT gewesen. Denn bei diesen Präsentationen haben wir gemerkt, dass diese Teams gar nichts anderes tun als wir außer an einer Elite-Universität zu studieren. Die meisten Mitglieder dieser Elite-Universitäten Teams können sehr selbstbewusst und frei vortragen, aber das bekommen wir morgen auch hin! Auf dem Foto seht ihr eine der zwei hallen, in denen die Poster ausgestellt sind und einige Sponsoren von iGEM ihre Stände haben. Auf den ersten Blick sieht es ein wenig wirr aus, aber alles hat hier seine Ordnung. 

Am zweiten Tag der Giant Jamboree hat die Veranstaltung offiziell begonnen. Um 8 Uhr ging es los mit einer Eröffnungsveranstaltung (s. Foto), bei der alle Teams begrüßt wurden. Es war unglaublich beeindruckend, so viele iGEMer an einem Ort zu sehen. Man bekommt das Gefühl, dass sich all die Arbeit gelohnt hat, um sich jetzt mit all den anderen Gleichgesinnten auszutauschen und natürlich auch zu messen. Auf der Eröffnungsveranstaltung haben sich die verschiedenen Komitees von iGEM vorgestellt und auch der Präsident von iGEM, Randy Rettberg, hat ein paar sehr motivierende Worte an uns gerichtet. Auf die Begrüßung folgten die ersten Präsentationen der teilnehmenden Teams und auch Poster-Sessions, bei denen wir uns vor allem die Projekte von den Teams angeschaut haben, die wir noch auf keinem Meetup oder bei keiner Kollaboration kennengelernt haben. Am Ende des Tages waren wir ganz schön kaputt, wir haben sehr viel input erhalten, sind aber auch sehr sehr zufrieden und freuen uns auf den nächsten Tag!

Die Giant Jamboree findet im Hynes Convention Center statt. Auf dem linken Bild seht ihr den Eingangsbereich vom Convention Center, natürlich gut gekennzeichnet mit einem iGEM Banner. Am ersten Konferenztag fand nur die Registrierung statt. Wir haben unsere Ausweise bekommen (s. rechtes Bild), einen Programmplan, unsere Teilnehmerbescheinigungen und ein paar weitere Informationen. Bei der Registrierung haben wir schon ein paar andere Teams getroffen und konnten einen kleinen Vorgeschmack auf die kommenden Tage bekommen. 

Ein Jahr ist vergangen seitdem wir uns auf einer iGEM-Infoveranstaltung zusammengefunden haben. Nun ist es soweit: Wir fliegen nach Boston! Die Abschlusskonferenz des iGEM-Wettbewerbs findet vom 31. Oktober bis zum 04. November im Hynes Convention Centre in Boston statt und aus der ganzen Welt kommen die teilnehmenden Teams zusammen, um ihre Projekte zu präsentieren. Im Flugzeug haben wir das iGEM Team aus Potsdam getroffen, das wir schon von Deutschen Meetups kennen. Auf der Konferenz werden wir noch einigen anderen bekannten Teams begegnen und auch die Teams, mit denen wir z.B. für Umfragen zusammengearbeitet haben, einmal persönlich kennen lernen. Wir freuen uns sehr auf unsere Zeit in Boston und sind gespannt auf die vielen tollen Projekte, die uns erwarten. Wir halten euch auf dem Laufenden!

Die Zelldichte von Bakterien in flüssigen Kulturen wird zumeist über die OD600 bestimmt. Die Bezeichnung OD600 steht für die optische Dichte (OD) die bei einer Wellenlänge von 600nm gemessen wird. Hierfür wird 1mL der Kultur in eine sogenannte Küvette (s. Foto links) gefüllt und in einem Photometer (s. Foto rechts) die OD gemessen. Dabei wird ein Lichtstrahl der Wellenlänge 600nm durch die Probe geworfen und die optische Dichte zeigt die Schwächung der Intensität dieses Lichtstrahles im Vergleich zu einer Probe ohne Bakterien (reines Nährmedium) an. Mit dem puren Auge kann bereits durch Trübung des Nährmediums erkannt werden, dass die Bakterien in der Kultur wachsen. Durch eine Ermittlung der OD600 kann die genaue Zelldichte bestimmt werden. Dies geschieht mit Hilfe des Lambert-Beer’schem Gesetz.

Für unsere Versuche verwenden wir häufig Bakterien (E.coli) für die verschiedensten Zwecke. Dabei müssen wir dafür sorgen, dass unsere Bakterien alle Nährstoffe bekommen, die sie zum Leben brauchen. Unsere Bakterien kultivieren wir aus diesem Grund in einem Nährmedium namens LB-Medium. Dieses Medium wurde 1951 von Giuseppe Bertani erfunden und wird als häufigstes Nährmedium für E.coli eingesetzt. Es beinhaltet Hefeextrakt, Pepton/Trypton (Gemisch aus Proteinen und Aminosäuren) und Natriumchlorid. Auf dem Bild seht ihr eine Bakterien-platte mit E.coli-Kolonien mit festem LB-Medium. Diese Form des LB-Mediums nennt sich LB-Agar, weil dem Medium für eine feste Konsistenz Agar zugesetzt wurde. Für das Heranzüchten einzelner Bakterienkolonien, ist eine LB-Agar-Platte notwendig. In flüssigem Medium können die Kolonien nicht sichtbar von einander unterschieden werden. Je nachdem ob unsere Bakterien bestimmte Antibiotikaresistenzen besitzen, geben wir dem LB-Medium noch das entsprechende Antibiotikum zu, damit außer unseren Bakterien keine anderen Bakterien in dem Medium heranwachsen können.

Im Labor gießen wir ständig Agarose-Gele, um über eine Gel-Elektrophorese DNA- Stränge der Größe nach aufzutrennen. Diese Gele bestehen nicht nur aus Agarose und Puffer, sondern zu einem ganz kleinen Teil auch aus Ethidiumbromid. Dieser Stoff wird den Gelen beigemischt, um die darin aufgetrennte DNA sichtbar zu machen. Ethidiumbromid ist ein Farbstoff, der sich in die DNA einlagert und durch Anregung mit UV-Licht fluoresziert. Durch die Einlagerung steigt die Intensität der Fluoreszenz von Ethidiumbromid so stark an, dass Bereiche im Agarose-Gel mit DNA deutlich fluoreszieren. Die Intensität von nicht eingelagertem Ethidiumbromid-Molekülen ist dabei so schwach, dass Bereiche ohne DNA im Agarose-Gel nicht sichtbar fluoreszieren. Dadurch sind die einzelnen DNA-Banden eindeutig zu erkennen und können unterschieden werden. Auf dem Bild seht ihr oben ein mit UV-Licht bestrahltes Agarose-Gel aus dem gerade eine Bande ausgeschnitten wurde. Ganz links seht ihr die vielen einzelnen Banden des Markers fluoreszieren und auf der rechten Seite eine deutlich fluoreszierende DNA-Bande, die noch nicht ausgeschnitten wurde. Unter diesem Gel-Bild seht ihr ein Falcon, in dem wir unser Ethidiumbromid aufbewahren. Da Ethidiumbromid als gesundheitsschädlich eingestuft ist und vermutlich mutagen ist, ist bei der Handhabung Vorsicht geboten. Unser Gel-Elektrophorese Bereich im Labor ist daher besonders abgetrennt und dort darf nur mit entsprechenden Schutzmaßnahmen wie dem Tragen von Handschuhen gearbeitet werden. 

Wir haben unseren lang ersehnten Pipettier-Roboter erhalten! Auf dem Foto seht ihr das Prachtstück. Es war gar nicht so einfach den Roboter aufzubauen, er ist auch relativ groß und nimmt ein gutes Stück unserer Laborbank ein. Mit einem Pipettier-Roboter spart man nicht nur Zeit, es gibt noch eine Menge wertvoller Vorteile wie die Erhöhung der Reproduzierbarkeit von Experimenten. Die pipettierten Volumina sind gleich und Fehler werden minimiert. Wir können für unsere individuelle Anwendung eigene Programme schreiben, damit der Roboter genau das tut, was wir brauchen. Dies ist ein Schritt in Richtung Labor-Automatisierung und ich bin sehr gespannt, was in diesem Bereich in den nächsten Jahren noch auf uns Wissenschaftler zukommt. Die Firma, von der wir den Roboter gekauft haben, heißt Opentrons und ist durch ein iGEM-Projekt entstanden. Dadurch steht sie in engem Kontakt mit iGEM und ist ein Vorbild und Motivation für alle Teams. Sie zeigt, was aus Ideen geschaffen werden kann. Wir sind jetzt auf jeden Fall erstmal glücklich,  uns fehlt nur noch ein Name für unseren neuen Freund. 

In der synthetischen Biologie bastelt man sich seine eigenen Plasmide abgestimmt auf die eigenen Versuche. Um diese Plasmide einsetzen zu können, muss man sie von Bakterien produzieren und vervielfältigen lassen. Die MiniPrep (= Mini Preparation) ist eine Methode zur Isolierung der produzierten Plasmid-DNA aus den Bakterienzellen. Wenn die Plasmidisolierung in einem kleinen Maßstab geschieht, spricht man von einer MiniPrep. Hier werden Plasmide aus Übernachtkulturen von ein paar Millilitern isoliert. Im großen Maßstab spricht man von einer MaxiPrep. Hierfür werden ca. 100mL einer Bakterienkultur verwendet. Wie geht man bei einer MiniPrep vor? Auf dem Foto seht ihr die 3 Stationen einer MiniPrep. Zunächst setzt man eine Bakterienkultur von ein paar mL in einem Kulturröhrchen an und inkubiert sie solange bis genug Bakterien gewachsen sind. Als nächstes müssen diese Bakterienzellen aufgeschlossen werden, um die Plasmid-DNA frei zu legen. Dazu wird die Kultur zentrifugiert und das Zellpellet in Lysepuffer gelöst. Dieser Puffer sorgt dafür, dass die Zellwände der Bakterien aufgebrochen werden. Die Lösung mit den nun frei vorliegenden Plasmiden wird dann auf eine Trennsäule gegeben (s. mittleres Bild). Die Plasmide binden an die Matrix der Trennsäule und die übrige Lösung läuft in den Auffangbehälter. Nach einem Waschschritt wird die DNA mit einem sogenannten Elutionspuffer von der Matrix gelöst und in einem Eppi aufgefangen (s. rechtes Bild). Dann kann die Konzentration der Plasmid-DNA gemessen werden und so der Erfolg der MiniPrep beurteilt werden. Erzielt man ausreichend hohe Konzentrationen, kann die Plasmid-DNA für folgende Experimente eingesetzt werden. Wenn nicht, geht das ganze von vorne los. 

Wir haben mal wieder eine Menge Transformationen durchgeführt, um unsere designten Plasmid-DNAs zu vervielfältigen und um zu schauen, ob sie so funktionieren wie sie sollen. Auf dem Foto seht ihr unseren Brutschrank, in dem wir unsere Bakterien bei 37°C wachsen lassen. Es wäre sehr schön, wenn wir morgen auf diesen Platten kleine Kolonien finden würden. Dann könnten wir mit unserem Laborfahrplan fortfahren und müssten die Trafos nicht noch einmal wiederholen. Denn Bakterien zu transformieren kostet immer etwas Zeit und man freut sich, wenn man diese einspart. Die Kultur-Platten werden übrigens umgekehrt in den Brutschrank gelegt, damit das Kondenswasser vom Deckel nicht auf die Bakterien tropfen kann. 

In der synthetischen Biologie bastelt man sich seine eigenen Plasmide abgestimmt auf die eigenen Versuche. Um diese Plasmide einsetzen zu können, muss man sie von Bakterien produzieren und vervielfältigen lassen. Die MiniPrep (= Mini Preparation) ist eine Methode zur Isolierung der produzierten Plasmid-DNA aus den Bakterienzellen. Wenn die Plasmidisolierung in einem kleinen Maßstab geschieht, spricht man von einer MiniPrep. Hier werden Plasmide aus Übernachtkulturen von ein paar Millilitern isoliert. Im großen Maßstab spricht man von einer MaxiPrep. Hierfür werden ca. 100mL einer Bakterienkultur verwendet. Wie geht man bei einer MiniPrep vor? Auf dem Foto seht ihr die 3 Stationen einer MiniPrep. Zunächst setzt man eine Bakterienkultur von ein paar mL in einem Kulturröhrchen an und inkubiert sie solange bis genug Bakterien gewachsen sind. Als nächstes müssen diese Bakterienzellen aufgeschlossen werden, um die Plasmid-DNA frei zu legen. Dazu wird die Kultur zentrifugiert und das Zellpellet in Lysepuffer gelöst. Dieser Puffer sorgt dafür, dass die Zellwände der Bakterien aufgebrochen werden. Die Lösung mit den nun frei vorliegenden Plasmiden wird dann auf eine Trennsäule gegeben(s. mittleres Bild). Die Plasmide binden an die Matrix der Trennsäule und die übrige Lösung läuft in den Auffangbehälter. Nach einem Waschschritt wird die DNA mit einem sogenannten Elutionspuffer von der Matrix gelöst und in einem Eppi aufgefangen(s. rechtes Bild). Dann kann die Konzentration der Plasmid-DNA gemessen werden und so der Erfolg der MiniPrep beurteilt werden. Erzielt man ausreichend hohe Konzentrationen, kann die Plasmid-DNA für folgende Experimente eingesetzt werden. Wenn nicht, geht das ganze von vorne los. 

Bei der Affinitätschromatographie handelt es sich ein um Trennverfahren, mit dem wir spezifisch Proteine aus einer Lösung von anderen Proteinen oder Stoffen aufreinigen können. Auf dem Foto seht ihr den Aufbau einer Affinitätschromatographie. Hierbei wird die Lösung oben in eine Trennsäule gegeben. Je nach Volumen der Lösung kann die Größe der Säule variieren. In der Trennsäule befindet sich eine feste Matrix mit einem Liganden, an den das zu isolierende Protein bindet. Ein bekannter Säulentyp, den wir viel an der Uni benutzen,  ist eine Ni2+-Säule. An die Ni2+-Ionen binden Proteine mit einem Polyhistidin-Tag (His-Tag) und werden so aus der Lösung ‚gefischt‘. Diese Art der Affinitätschromatographie wird auch als ‚Immobilized Metal Affinity Chromatography‘ (IMAC) bezeichnet, da hier Metallionen als Liganden dienen. Die übrige Lösung wird unter der Säule in einem Behältnis aufgefangen. Wenn die Lösung komplett durch die Säule gelaufen ist, wird diese mehrfach mit einer Waschlösung gespült. Das Zielprotein bleibt hierbei an der Matrix gebunden. Nach dem Waschen wird das Protein von der Matrix gelöst. Dies geschieht in dem eine Lösung mit einem Stoff auf die Säule gegeben wird, der eine größere Affinität zu den Ni2+-Ionen besitzt als das Zielprotein. Es wird von der Matrix verdrängt und kann in einem neuen Behältnis aufgefangen werden. Die linke Säule auf dem Bild befindet sich gerade in diesem Schritt. Das Volumen der Endlösung soll relativ klein gehalten werden, damit das isolierte Protein konzentrierter vorliegt. Daher reicht hierfür ein Eppi zum Auffangen der Lösung. Die rechte Säule hingegen wird gerade gewaschen. Das Volumen an Waschpuffer ist im vergleich zum Isolationsschritt sehr groß. Bei uns im Labor kommt diese Methode meist im Zuge einer Aufreinigung von Gelbanden zum Einsatz.

Im Treppenhaus in der Uni stand heute ein ganzer Karton voll unbenutzter 1mL Pipettenpitzen zu verschenken". Den Karton haben wir natürlich gleich mitgenommen und in unser Labor gebracht. Pipettenspitzen werden bei uns sehr sehr viel genutzt, daher können wir die Spitzen gut gebrauchen. Über so einen unerwarteten Fund freut man sich auch immer gleich doppelt. In Laboren wird oft sehr viel weggeschmissen und es gibt vor allem eine Menge Plastikmüll. Es ist aus diesem Grund immer schön, wenn Dinge nicht unnötig einfach weggeschmissen werden, sondern Menschen sich Gedanken machen wie man diese Dinge wiederverwenden kann. In unserem Labor wurden beispielsweise einige alte Glasgeräte gefunden, die sich über die Jahre angesammelt hatten, aber keine Verwendung mehr fanden. Wir haben diese Glasgeräte ordentlich geputzt und weitergegeben. Solche Glasgeräte für chemische Labore werden aufwendig von Glasbläsern hergestellt und da wäre es viel zu schade, sie einfach in den Müll zu werfen. Viele Chemiestudenten freuen sich über so etwas. Also immer nochmal kurz nachdenken über seinen "Müll"!

Die Polymerasenkettenreaktion, abgekürzt und allgemein bekannt unter PCR (engl. Polymerase Chain Reaction), ist seit über 30 Jahren eine wichtige Methode in der Biochemie. Im Jahre 1983 wurde sie von dem Biochemiker Kary Mullis entwickelt, welcher dafür 10 Jahre später sogar einen Nobelpreis bekam. Genau wie die Gel-Elektrophorese habe ich sie ganz zu Anfang meines Studiums kennengelernt.

Wofür ist die PCR gut?
Mit Hilfe der PCR können definierte Abschnitte einer DNA vervielfältigt werden. Dies ist von besonderem Interesse, wenn nur geringe DNA-Mengen in zu untersuchenden Proben vorhanden sind. Mit einer größeren Menge Probenmaterial lässt es sich meist besser und umfangreicher arbeiten. Der zu vervielfältigende DNA-Bereich lässt sich von individuell designten Primern abstecken. Primer stellen Startpunkte für die DNA-Synthese dar, welche von dem Enzym DNA-Polymerase durchgeführt wird. Bei der PCR werden mehrere Zyklen (Runden) von 3 Arbeitsschritten durchlaufen. Am Anfang findet eine Denaturierung der bereits vorhandenen DNA bei 94°C statt, denn nur an Einzelsträngen kann die DNA-Polymerase binden, um einen komplementären Strang zu synthetisieren. Der nächste Schritt wird als Annealing bezeichnet. Hier lagern sich die Primer an die denaturierte DNA an und markieren die Ausgangspunkte für die DNA-Polymerase. Die Arbeitstemperatur beträgt hier meist zwischen 55-65°C. Die genaue Temperatur wird allerdings abhängig von den eingesetzten Primern individuell berechnet. Der dritte Schritt heißt Elongation. Dabei wird bei 72°C die DNA-Vorlage von der DNA-Polymerase in den Primer-markierten Bereichen vervielfältigt. All diese Schritte finden heutzutage in einer PCR-Maschine statt, bei der Länge und Temperatur der Schritte eingestellt werden können. Die Anzahl der DNA-Moleküle steigt mit jedem Zyklus exponentiell an. Je nachdem wie viel DNA benötigt wird, so viele Zyklen werden durchlaufen. Auf dem Foto seht ihr die beiden PCR-Maschinen auf unserer Laborbank.

Unser Team hat jetzt eigene Visitenkarten, ganz edel mit goldenem Aufdruck! Auf dem Foto seht ihr den Entwurf der Vorder- und Rückseite. Gedruckt ist die goldene Schrift etwas hervorgehoben, sodass man sie beim darüberstreichen spüren kann. Der Entwurf stammt von einem unserer Teammitglieder. Wir sind froh, unter uns ein so tolles Designtalent zu haben, das alle unsere Grafiken entwirft. Bei unseren Postern konnten wir so immer genau umsetzen, was wir uns vorgestellt haben und für unsere Wiki-Seite wird dies auch von großer Bedeutung sein. Über die Visitenkarten freuen wir uns besonders. Auf der Giant Jamboree in Boston werden wir diese an andere Teams und die Juroren verteilen. So bleiben wir im Kopf und man kann uns leicht erreichen. Bei iGEM merken wir durch solche Kleinigkeiten, dass zur Umsetzung eines wissenschaftlichen Projekts nicht nur Wissenschaftler benötigt werden. Die Präsentation ist extrem wichtig, das Projekt muss verständlich sein und natürlich äußerst positiv rüber gebracht werden. Dafür benötigt es Personen, die gut präsentieren können und Personen, die die Präsentation an sich anschaulich gestalten können. Für unsere Webseite brauchen wir jemanden mit IT-Kenntnissen und um unser Team anleiten zu können, brauchen wir Personen mit Einfühlungsvermögen aber auch Durchsetzungsvermögen. Um nur ein paar der unterschiedlichen Qualifikationen zu nennen. Aber aus diesem Grund sind wir auch ein Team mit vielen verschiedenen Charakteren. 

Vor einiger Zeit haben wir über das Thema Plasmide gesprochen. Diese Ringförmige DNA lässt sich einfach in Zellen oder Bakterien einbringen und wird in der Gentechnik als Transporteur von DNA verwendet. Der Begriff Backbone bezeichnet in diesem Zusammenhang das Grundgerüst des eingebrachten Plasmids. Denn in der synthetischen Biologie gibt es Standardplasmide (Backbones), die für den individuellen Gebrauch als Vorlage dienen und daran angepasst werden können. Diese Plasmide enthalten zum einen einen Selektionsmarker, damit eine erfolgreiche DNA-Übertragung festgestellt werden kann. Zum anderen besitzen sie eine multiple cloning site (MCS), welche die Integration von DNA in das Backbone erleichtert. Für verschiedene Zwecke gibt es auch verschiedene Backbones, z.B. für die Expression von Proteinen mit verschiedenen Tags wie GFP, die Lagerung von DNA oder etwa die Veränderung des Wirtsgenoms. In die Backbones kann der Benutzer dann individuell Gene oder andere Features einfügen. Die Standardplasmide von iGEM, die wir euch vorgestellt haben (pSB1A3, pSB1C3 und pSB1K3), sind also auch nichts anderes als Backbones, mit denen jedes Team individuell arbeitet. Auf dem Foto seht ihr die Plasmidkarte von pUC19. Dieses Standardplasmid ist außerhalb von iGEM ein sehr häufig verwendetes Backbone und allgemein bekannt. Hier seht ihr eine Ampicillin-Resistenz als Selektionsmarker (AmpR) und die MCS.

Diesen Sonntag geht es um eine der meist verwendeten Bakterienarten in der synthetischen Zellbiologie: Escherichia coli (E.coli). Entdeckt wurde diese Gattung von dem deutschen Kinderarzt und Mikrobiologen Theodor Escherich, der ihr auch ihren Namen gab. Natürlicherweise kommt E. coli im Darm von Menschen und Tieren vor und ist als Vitaminproduzent ein wichtiger Bestandteil der Darmflora. Von der Gattung E.coli existieren viele unterschiedliche Stämme, von denen einige humanpathogen sind und Infektionen hervorrufen können. Da das Genom einiger E. coli Stämme vollständig aufgeklärt ist, haben diese Stämme eine wichtige Rolle als Modellorganismus in der synthetischen Zellbiologie eingenommen. In unserem Labor arbeiten wir ebenfalls mit E.coli und im Laufe unseres Studiums ist uns dieses Bakterium schon sehr oft über den Weg gelaufen. Mit den heutigen molekularbiologischen Mehoden kann das Genom von E. coli sehr leicht verändert und die Auswirkungen untersucht werden. Wir versuchen z.B. eine Transformation von verschiedenen Plasmiden mit nur einer einzigen Antibiotikaresistenz bei E. coli durchzuführen. Auf dem Foto seht ihr zwei Kulturröhrchen, in dem rechten befindet sich eine Nährmedium mit gewachsenen E.coli Bakterien, die für die Trübung des Mediums verantwortlich sind. 

Die Giant Jamboree rückt näher und wir haben uns Gedanken über die bestmögliche Präsentation unseres Projekts gemacht. Dieses Jahr nehmen über 350 Teams am iGEM Wettbewerb teil und wir wollen erreichen, dass unser Projekt für die Teilnehmer und vor allem für die Juroren verständlich ist und im Kopf bleibt.  Aus diesem Grund haben wir den Wissenschaftskommunikator Prof. Dr. Große Ophoff für ein Interview zu uns nach Hamburg eingeladen. Prof. Dr. Große Ophoff ist Leiter der DBU (Deutsche Bundesstiftung Umwelt),des Zentrums für Umweltkommunikation in Osnabrück und hat durch seinen Job eine Menge Erfahrung bei der Vermittlung von wissenschaftlichen Themen an die verschiedensten Zielgruppen gesammelt. Bei unserem Interview konnte er uns viele Kleinigkeiten nennen, die helfen, unser Projekt verständlicher und einprägsamer zu machen. Eines seiner Schlüsselworte war hierbei ‚Emotionalität‘. Damit wir Menschen uns etwas gut merken können, hilft es enorm, mit der Sache etwas Persönliches zu verbinden. So riet uns Prof. Dr. Große Ophoff z.B. beim Vorstellen unseres Posters zur Veranschaulichung Geschichten aus unserem Alltag mit einfließen zu lassen. Viele Situationen haben andere Menschen genauso erlebt wie wir und erinnern sich dadurch besser an unser Projekt. Des Weiteren gab Prof. Dr. Große Ophoff uns den Tipp, ein Teamfoto mit auf unser Poster zu drucken, denn so wirkt es gleich persönlicher. Ein anderer wichtiger Hinweis war der Gebrauch von möglichst vielen, einfachen Bildern. Die meisten Teilnehmer und auch die Juroren werden auf Grund der Masse von Informationen und aus Zeitmangel nicht in der Lage sein, lange Texte zu lesen. Wir als Team können dann viel besser mit den Leuten ins Gespräch kommen und die Bilder selbst ausführlich erklären. Zusammengefasst war unser Interview mit Prof. Dr. Große Ophoff ein voller Erfolg und wir sind sehr froh, dass er sich für uns Zeit genommen hat. 

Diesen Sonntag beschäftigen wir uns mit einem der bekanntesten und am häufigsten eingesetzten Marker der Zellbiologie. Das Green Fluorescent Protein (GFP) ist ein Fluoreszenzprotein, welches bei  Anregung mit Licht einer bestimmten Wellenlänge grün fluoresziert. Das für GFP codierende Gen kann in der synthetischen Zellbiologie an ein zu untersuchendes Gen gekoppelt werden. Die Proteine der beiden Gene hängen dadurch nach der Synthese aneinander. Nun kann mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops bestimmt werden, ob das zu untersuchende Gen überhaupt ein Produkt hervorgebracht hat oder wie sich das produzierte Protein in einem Organismus bewegt bzw. verteilt. Dies ist insbesondere für in vivo Untersuchungen sehr nützlich.Auf dem Bild seht ihr eine Aufnahme von grün fluoreszierenden HeLa-Zellen. Bei dieser humanen Zelllinie wurde untersucht, ob die durchgeführte Transfektion mit einem GFP-enthaltenden Plasmid funktioniert hat. Da das Bild bei einem meiner ersten Laborpraktika entstanden ist, ist es leider etwas unscharf, aber mit etwas Erfahrung sehen Fluoreszenzaufnahmen sehr klar aus.GFP stammt übrigens ursprünglich aus der Qualle Aequorea victoria und wurde von den Wissenschaftlern Osamu Shimomura, Marty Chalfie  und Roger Tsien zu einem biologischen Werkzeug entwickelt.

Eine Sache, die uns allen im Laufe unserer bisherigen wissenschaftlichen Laufbahn aufgefallen ist, ist die Tatsache, dass jedes Labor anders ist und seinen eigenen Charakter hat. Jede Arbeitsgruppe hat für die gleichen Versuche leicht abgewandelte Protokolle, die Geräte werden auf unterschiedlichste Art und Weisen bedient und die Ordnung ist sowieso überall anders. Unerklärlicherweise funktionieren bestimmte Experimente in manchen Laboren auch besser als in anderen, auch wenn sie genau gleich durchgeführt werden. Auf dem Bild seht ihr den Teil unseres Labors, den wir am häufigsten nutzen. In den letzten Monaten haben wir viele Stunden hier verbracht und jeder hat seinen Teil zu unserer eigenen Ordnung beigetragen. Dadurch, dass wir für unsere Arbeit selbst verantwortlich sind und alles selbst organisieren, haben wir für unsere Materialien und Geräte eine besondere Wertschätzung entwickelt. Wir achten darauf, dass alle Arbeiten ordentlich durchgeführt werden und die Geräte sachgerecht benutzt werden. Denn ohne Labor könnten wir nicht an iGEM teilnehmen. 

Das iGEM-Team Düsseldorf hat in diesem Jahr das German-Meetup ausgerichtet und wir waren dabei. Mit unserem verbesserten Poster und neuen Erkenntnissen haben wir unser Projekt den anderen deutschen Teams präsentiert. Bei diesem Meetup gab es einige Angebote zum Thema Vortragen und Präsentieren. Bei der Abschlusskonferenz Ende Oktober müssen wir nämlich nicht nur ein Poster präsentieren, sondern unser Projekt auch in einem kurzen Vortrag vorstellen. Ein Vortrag vor ein paar tausend Menschen und vor allem Juroren bedeutet eine Menge Vorbereitung. In dieser Hinsicht konnten wir eine Menge Tipps aus Düsseldorf mitnehmen. Es war außerdem sehr schön, ein paar bekannte Gesichter wiederzusehen und von den Fortschritten der anderen Teams zu hören.

Ausnahmsweise wird der Science Sunday mal zum Monday. Heute geht es um die Methode der Gel-Elektrophorese. Im Labor nutzen wir sie fast jeden Tag. Mit dieser Technik werden DNA-Stränge oder DNA-Fragmente ihrer Größe nach aufgetrennt. Wie der Name schon sagt wird hierfür ein Gel verwendet, durch dessen Poren die DNA-Stränge wandern. Die Bewegung der DNA wird durch das Anlegen einer elektrischen Spannung erreicht. Da das DNA-Rückgrat negativ geladen ist, wandern die Fragmente von der Kathode (-) zur Anode (+). Dabei bestimmen Porengröße und Spannung die Geschwindigkeit mit der die DNA-Stränge durch das Gel wandern. Auf dem Bild seht ihr eines unserer vorbereiteten Gele. Eine Spannung wurde noch nicht angelegt. Ganz oben seht ihr die Taschen im Gel, die mit unseren Proben befüllt wurden (9 Proben). Den Proben wurde ein Farbstoff beigemischt, damit die Laufweite verfolgt werden kann. Die Tasche ganz links haben wir mit einem Marker befüllt. Dieser wird bei der späteren Auswertung benötigt, um die Größe der DNA-Fragmente zu bestimmen. Denn nach einer gewissen Laufzeit liegen DNA-Stränge mit gleicher Länge auf derselben Höhe im Gel und ungleiche DNA-Stränge auf unterschiedlichen Höhen. 

Viele Gene unserer Erbinformation codieren für Proteine. Diese sind an allen möglichen Prozessen in unserem Körper beteiligt. Das Enzym α-Amylase 1 ist z.B. ein Protein, das im Speichel des Menschen vorkommt und dort Stärke und Glykogen spaltet. Bei der Proteinbiosynthese handelt es sich um die Bildung von Proteinen. Dabei wird zunächst die DNA abgelesen und eine komplementäre mRNA (messenger RNA) aufgebaut. Dies geschieht mit Hilfe der RNA-Polymerase (auch ein Protein), sie dient bei der Bildung der mRNA aus Nucleotiden als Katalysator. Dieser Schritt wird als Transkription bezeichnet. Im Anschluss an die Transkription findet die Translation statt. Hierbei wird die mRNA ‚übersetzt‘. Das heißt, dass die Basenfolge der mRNA dazu genutzt wird, die richtige Abfolge von Aminosäuren zu einer Aminosäurekette aneinander zu binden. Aus dieser Kette entsteht durch eine spezifische räumliche Anordnung und Faltung das funktionstüchtige Protein. Die Proteinbiosynthese ist ein Prozess der Genexpression. Auf dem Foto seht ihr eine Abbildung des Proteinsynthese-Mechanismus bei unserem Projekt. Das ‚Output gene‘ codiert für ein Protein von Interesse und wird erst nach Öffnen der RNA-Schleife abgelesen. Durch diesen Regulationsmechanismus (öffnen und schließen der Schleife) können wir bestimmen, wann die Proteinbiosynthese für unser Protein von Interesse einsetzt.

Die Genexpression bezeichnet den Weg, auf dem die genetischen Informationen auf unserer DNA umgesetzt werden. Also den Weg vom Gen zum Genprodukt. Wenn ein Gen exprimiert wurde, dann wurde das jeweilige Genprodukt von der Zelle hergestellt. Im Bereich der synthetischen Biologie wird die Bezeichnung häufig im Zusammenhang mit der Synthese von Proteinen verwendet. Dies liegt daran, dass in der synthetischen Biologie spezifisch Proteine in Zellen eingebracht werden oder ihre Synthese künstlich induziert wird. So können Zellen z.B. zu Analysezwecken mit Fluoreszenzproteinen markiert werden oder in der Industrie spezifische Stoffe von Mikroorganismen produziert werden. Die Genexpression beinhaltet dabei die Prozesse der Transkription und Translation sowie die dazu ablaufenden Prozessierungen und Modifikationen der mRNA. Auf dem Foto seht ihr eine Petrischale aus unserem Labor, in der viele kleine E.coli Bakterienkolonien gewachsen sind. Wir benutzen Bakterien, um von ihnen Plasmide vervielfältigen zu lassen. Ob das gelungen ist, sehen wir an exprimierten Markerfarbstoffen, die die Kolonien einfärben. Wenn die Kolonien in der Petrischale rot wären, wüssten wir z.B. dass nicht das richtige Plasmid hergestellt wurde.

Eine unserer Hauptbeschäftigungen im Labor ist momentan die Gelextraktion. Wenn wir unsere PCR-Produkte durch Gelelektrophorese aufgetrennt haben, schneiden wir die passenden Banden aus dem Gel aus und extrahieren Schritt für Schritt unsere Produkte. Den ersten Schritt der Gelextraktion seht ihr auf dem Bild. Hier werden die herausgetrennten Gelstücke zusammen mit einem Bindepuffer bei 55°C inkubiert. So löst sich das Gel auf und kann auf eine Trennsäule aufgetragen werden. Leider funktioniert eine Gelextraktion nicht immer gut und die Ausbeuten variieren sehr stark. Um Ursachen hierfür bei der Gelextraktion an sich so gut wie möglich auszuschließen,  haben wir unser Standardprotokoll etwas abgeändert und ein paar Tricks eingebaut. Denn im Labor hilft es nicht immer, sich genau an das Protokoll zu halten.

Auf dem Bild seht ihr eines unserer Standardprogramme, das wir für unsere PCRs nutzen. In unserer PCR-Maschine sind mindestens 20 solcher Standardprogramme eingespeichert. Es erleichtert einem die Arbeit sehr, wenn man nicht jedes Mal jeden Schritt erneut eingeben muss. Allerdings sammeln sich so auch schnell die verschiedensten Programme an und wir müssen defintiv bald mal ein wenig ausmisten auf unserem Gerät. Eine weitere Funktion, die wir an unserer PCR-Maschine nicht wissen wollen, ist die Möglichkeit eine Gradient-PCR durchzuführen. Dabei werden verschiedene Proben verschiedenen Annealing-Temperaturen ausgesetzt und so können die optimalen Annealing-Temperaturen ermittelt werden. Zurzeit starten wir jeden Tag neue PCRs, um Teile für unsere finalen Plasmide zu erhalten. Diese Teile werden dann mittels Golden-Gate-Klonierung zusammengefügt zu einem Plasmiden.

Heute schien die Sonne so hell in unser Labor, dass es sehr schwer war, unsere Gelbanden unter dem Transilluminator zu erkennen. Da wir das Labor nicht verdunkeln konnten, haben wir kurzerhand ein schwarzes Tuch umfunktioniert und damit den Bereich vor dem Transilluminator verdunkelt. So konnten wir doch noch die richtigen Banden für eine Gelextraktion ausschneiden. Im Labor muss man manchmal kreativ sein, das merken wir immer wieder.

Da wir in diesem Blog einige Fachbegriffe verwenden, haben wir uns überlegt, für die Leser ohne Kenntnisse in der synthetischen Biologie ein paar der wichtigsten Begriffe zu erklären. Hierfür führen wir den „Science Sunday“ ein und erläutern jeden Sonntag einen neuen Begriff aus unserem Laboralltag. Diesen Sonntag geht es um Plasmide: Ein Plasmid ist eine ringförmige DNA, die in Bakterienzellen vorliegt. Das besondere an Plasmiden ist, dass die Erbinformationen nicht wie gewöhnlich auf den Chromosomen liegen, sondern zusätzlich auf sogenannten Plasmiden in den Zellen vorkommen (extrachromosomale DNA). Der Nutzen für Bakterien liegt darin, dass sie so einfach Erbinformationen austauschen können. Plasmide werden in der synthetischen Zellbiologie genutzt, um Bakterien gezielt Eigenschaften zu verleihen oder zu verändern. Dabei werden Plasmide in Bakterienzellen eingebracht und so entstehen gen-modifizierte Organismen (GMOs). Die Größe von Plasmiden liegt zwischen 1-200 kb.

Zu unserem letzten Seminar hatten wir ein zweites Mal Besuch von Dr. Mirko Himmel aus dem Zentrum für Naturwissenschaft und Friedensforschung (ZNF) der Universität Hamburg. Dr. Himmel war bereits im April einmal bei uns und hat uns in Bezug auf die Biosicherheit unseres Projekts beraten. Mit seiner Erfahrung bei der Risikoeinschätzung von biologischen Agenzien und bei der Entwicklung präventiver Methoden konnte er uns wertvolle Tipps mit auf den Weg geben. Außerdem hat er uns darauf hingewiesen, dass unser RNA-Logik-Ansatz bereits vom Grundkonzept her eine Sicherheitsmaßnahme beinhaltet. Diese liegt in der Tatsache, dass unsere Plasmide nur zusammen funktionieren und alleine keine Auswirkungen haben. Für den iGEM Wettbewerb ist dies ein Aspekt, den wir sehr gut anbringen können.

Am Wochenende haben wir einen ganzen Seminartag veranstaltet und konnten viele Themen ansprechen, die den Rahmen unserer wöchentlichen Seminare sprengen würden. Dabei haben wir unter anderem einen ausführlichen Zeitplan bis zur Giant Jamboree in Boston aufgestellt. Die Übersicht seht ihr auf dem Foto. Bei einem Team von momentan 17 Leuten ist es sehr schwer, immer den Überblick zu behalten. Jeder hat neue Ideen und wenn die Dinge wie so oft nicht so funktionieren wie man sich das vorgestellt hat, dann verändert sich der Plan für unser Projekt sehr schnell. Von daher sind wir alle froh, dass wir uns dieses Wochenende die Zeit genommen haben, das Projekt einmal von vorne bis hinten zu besprechen und alle wieder auf den neusten Stand zu bringen.

Dieses Wochenende waren wir mit neun Leuten in Bonn und haben unser erstes iGEM Meetup besucht. Meetups dienen dazu, andere Teams kennenzulernen, sich auszutauschen und auch Feedback zu seinem Projekt zu bekommen. Das Bonner Team hat dazu 25 Teams eingeladen und es kamen nicht nur Teams aus Deutschland – wir haben das Wochenende mit Franzosen, Schweizern, (einigen!) Niederländern und sogar Schweden verbracht. Das Meet up fand von Freitagmorgen bis Sonntagnachmittag statt und hatte viel zu bieten. Neben Vorträgen von Professoren der Uni Bonn haben sich auch einige Unternehmen vorgestellt und man konnte erste Kontakte mit der Industrie knüpfen. Zudem wurden Workshops zu den verschiedensten Themen angeboten. Besonders interessant waren ein Workshop zum Thema Fundraising und eine Podiumsdiskussion über das Arbeiten an der Universität oder in der Industrie. Abends ging es mit den anderen Teams gemeinsam zum Group Dinner und zu einer Stadtführung durch die alte Bonner Innenstadt. Wir haben sehr viel aus diesem Wochenende mitgenommen und danken dem Bonner Team für ihre tolle Organisation! Dieses Meetup wird ganz sicher nicht unser letztes gewesen sein.

In den letzten Wochen haben wir viel im Labor gestanden und angefangen, unsere Projektideen zu verwirklichen. Leider mussten wir dabei oft erleben, dass im Labor selten etwas so klappt wie man sich das vorgestellt hat. Aber zum Glück haben wir uns und halten uns gegenseitig bei Laune. Denn der Spaß im Labor darf nicht fehlen. Auf dem Foto seht ihr Marie und Celine, die gerade Bakterien für eine Übernachtkultur picken. Ausnahmsweise hat nämlich mal eine Transformation geklappt! Je nach Plasmid, das wir transformieren, müssen wir sowohl beim Gießen der Kulturplatten als auch beim Ansetzen des Nährmediums der Übernachtkulturen das richtige Antibiotikum hinzugeben. Das Standard Plasmid bei iGEM (pSB1C3) besitzt eine Chloramphenicol-Resistenz. Solche Platten und Nährmedien werden wir daher in Zukunft noch oft herstellen. Da kann auch schon mal ein ganzer Nachmittag mit verbracht werden. Vor allem wenn man die letzten Platten verbraucht hat, weil man die Antibiotika-Resistenz vertauscht hat…

Das neue Semester geht bald los und unsere Kommilitonen haben die Möglichkeit, noch bei iGEM einzusteigen. Daher haben wir uns überlegt, kommende Woche einen Infoabend zu veranstalten, um ein paar Leute für unser Team gewinnen zu können. Aber die Planung ist gar nicht so einfach. Für das Design unseres Werbeposters (s.Foto) haben wir schon eine ganze Weile gebraucht – viele Köpfe haben viele Ideen. Aber nun sind wir ganz zufrieden und hoffen, dass der ein oder andere zu uns findet.

PS: Zu unserem Seminarwochenende haben wir ein kleines Video zu den unterschiedlichen Klonierungsmethoden erstellt. Schaut es euch gerne auf unserer facebookseite an!

Bei unseren letzten Treffen haben wir unsere bisherigen Projektideen noch einmal umfassender recherchiert und überarbeitet. Bis zuunserem „Entscheidungstag“ sind dabei so gute Projekte entstanden, dass wir unsnicht entscheiden konnten, womit wir dieses Jahr bei iGEM antreten wollen. Kurzerhand haben wir uns einfach für alle drei der ausgearbeiteten Projekte entschieden. Wichtig war dabei für uns, dass wir nicht an drei Einzelprojekten arbeiten, sondern dass alle Themen zusammenpassen und wir am Ende ein Projekt präsentieren können. Aber worum geht es nun? Als Hauptthema haben wir die Entwicklung einer allgemein zugänglichen Plattform ausgewählt, die es Wissenschaftlern erleichtern soll, synthetische Biologie zu betreiben. Dazu wollen wir mit einer RNA-Logik arbeiten, die komplexe regulatorische Systeme zur Expression von Zielgenen  vereinfacht. RNAs werden dabei mit einfachen Logik-Operationen ausgestattet, die ein Zusammenspiel mehrer RNAs ermöglichen und komplexe Zwischenschaltungen vermeiden. Die anderen beiden Themen stellen Anwendungen dieser RNA-Logik dar. Zum einen versuchen wir Nanopartikel als effektive, alternative Transformationsmethode für Bakterien zu verwenden und zum anderen wollen wir therapeutische Plasmide entwickeln, die eine Alternative zu Antibiotika bieten.

Der erste Schritt Richtung Boston ist mit der Themenwahlgeschafft, nun geht es an die Umsetzung und wir freuen uns auf die nächsten Monate. 

Seit Anfang des Wintersemesters hat sich das neue iGEM Team zu einer inzwischen fast 20-köpfigen Gruppe zusammengefunden. Dabei sind unterschiedliche Studiengänge wie Molecular Life Sciences, Nanowissenschaften, Chemie oder Biologie vertreten. Aber nicht nur die Studenten der MIN-Fakultät sind bei uns herzlich Willkommen. Jeder Student der Hamburger Universitäten, der Lust hat auf dieses tolle Projekt, kann gerne bei uns vorbeischauen!   
Im Moment sind wir mit der Themenfindung beschäftigt. Hierzu haben wir uns in Kleingruppen aufgeteilt und uns darin spannende Projekte für die neue iGEM Runde überlegt. Aber das ist gar nicht so einfach. Ideen haben wir viele, aber wir haben noch keinerlei Erfahrung darin einzuschätzen, was umsetzbar ist und was nicht. Zum Glück haben wir iGEM-ler aus den alten Teams an unserer Seite, die uns tatkräftig unterstützen, und die Arbeitsgruppe um Prof. Ignatova,die uns dabei hilft, auf dem Boden der Tatsachen zu bleiben. Auf dem Foto seht ihr die einzelnen Kleingruppen, die sich gegenseitig ihre Projektideen vorgestellt haben. Es geht von Nanopartikeln zur Wasseraufreinigung, einer Stickoxid-verstoffwechselnden Algenlampe bis zu einer Weiterentwicklung des letzten iGEM Projektes. Da wir verschiedene Projektansätze sehr interessant fanden und uns nicht gleich für ein Thema entscheiden konnten, werden wir zwei der Projektansätze etwas genauer in Augenschein nehmen und uns dann für ein finales Thema entscheiden. Bis dahin liebe Grüße aus dem iGEM-Labor!

Über iGEM im Allgemeinen und unseren diesjährigen Erfolg beim Wettbewerb im Speziellen berichtete heute auch der Newsletter der Uni Hamburg.
 
Ihr wollt mehr erfahren? Hier der Link: www.uni-hamburg.de/newsroom/forschung/2018/1204-malaria-patent.html
 
Foto: UHH/Wohlfart

Gestern Abend durften wir mit Frau Prof. Dr. Ignatova feiern. Zu unserer großen Freude wurde sie mit dem Mentoringpreis der Claussen-Simon-Stiftung ausgezeichnet und geehrt. Wir finden: Das hat sie sich redlich verdient! Herzlichen Glückwunsch nochmals und danke für die unermüdliche Unterstützung!
Foto: © Carolin Thiersch

Wie auch schon letztes Jahr startet das inzwischen etablierte Modul Synthetische Biologie in eine neue Runde. Motivierte und engagierte Studierende aller Hamburger Universitäten haben die Chance ein eigenes selbsterdachtes Projekt zu entwickeln. Hier seht ihr Prof. Ignatova, die einen Vortrag zur Einführung in die synthetische Biologie für eine neue Generation an Studierenden hält. Bereits letzte Woche haben wir unser Projekt „Reagents of S.H.I.E.L.D.“ vorgestellt und dem neuen Team erste Tipps mit auf den Weg gegeben. Auch im kommenden Jahr werden viele von uns in beratender Tätigkeit anwesend sein, um zu unterstützen und diese einzigartige Lernerfahrung anderen Studierenden zu ermöglichen. So hoffen wir die Fackel weiterzugeben und sind gespannt, was das neue Team auf die Beine stellt. Falls ihr selber studiert und Interesse habt an selbstständiger Projektentwicklung auf dem Bereich der synthetischen Biologie, schreibt einfach eine Mail an igem.hamburg@gmail.com. MINT-Kenntnisse sind von Vorteil, aber mehr als außerordentliches Engagement braucht ihr nicht, um etwas beitragen zu können.

Wusstet ihr, wie groß iGEM wirklich ist?
Hier eine weitere Impression vom Giant Jamboree Ende Oktober. In diesem Jahr haben über 3000 Schüler und Studenten in Form von über 300 Teams am iGEM-Wettbewerb teilgenommen, Tendenz jährlich steigend.

Wir freuen uns darüber hinaus, das nächste iGEM-Team Hamburg begrüßen zu dürfen. Gestern durften wir viele Motivierte empfangen und von unseren zahlreichen, vielfältigen Erfahrungen berichten, die sich im Laufe eines ganzen Jahres praktischer Arbeit angesammelt haben. Der grandiose Abschluss war natürlich das Giant Jamboree!

© iGEM Foundation and Justin Knight

Der letzte Tag des Giant Jamboree ging für uns sehr freudig zu Ende. Im Rahmen einer tollen Zeremonie, wurden die Ergebnisse aller Teams bekannt gegeben.
Zum allerersten Mal durften wir als iGEM Team Hamburg Gold mit nach Hause nehmen!
Wir sind stolz und freuen uns sehr über diesen riesigen Erfolg.

Wir möchten uns noch einmal herzlichst bei allen bedanken, die uns unterstützt haben. Insbesondere gilt unser Dank der Arbeitsgruppe von Frau Prof. Ignatova und allen, die uns finanziell unterstützt haben und somit diese tolle Reise ermöglich haben!

Heute war unser großer Tag!
Wir durften unser Projekt vor den anderen Teams und Juroren präsentieren. Nach großartigem Feedback und inspirierenden Diskussionen geht unser Tag zu Ende.
Wir freuen uns auf einen weiteren spannenden Tag mit interessanten Vorträgen, Postersessions und Workshops.

Nach einigen Komplikationen mit unseren Anschlussflügen, sind wir gestern Nacht in Boston angekommen. Heute war der erste Tag der großen Abschlussveranstaltung, das Giant Jamboree. Wir haben bereits viele spannende Projekte kennenlernen dürfen und die ersten Postersessions sowie Vorträge genossen. Morgen ist unser großer Tag: Unser Projektvortrag steht an. Nun heißt es: Daumen drücken!
 
Für tägliche Updates besucht gerne auch unseren Twitteraccount unter folgendem Link:
twitter.com/igem_hamburg

Kurzer Nachtrag zur vergangenen Woche, in der so viel passiert ist:
Anfang der Woche konnten wir endlich unsere Lockstoffe und das Insektizid an Mücken testen. Es war eine tolle Erfahrung und hat uns viel Neues gelehrt.

Vielen Dank nochmals ans BNI, das uns so vielfältig bei unserer Arbeit unterstützt hat.

Am frühen Donnerstagmorgen konnten wir erfolgreich die letzte und wichtigste Deadline des Wettbewerbes hinter uns lassen: Den Wikifreeze. Hierbei werden alle online erstellten Projektberichte "eingefroren" und bewertet.

Neugierig auf unsere Website? Dann besucht uns unter: 2018.igem.org/Team:Hamburg

Derzeit erstellen wir fleißig unser Poster und unsere Projektpräsentation, denn am kommenden Mittwoch geht es los - das Giant Jamboree in Boston! Hier werden über 300 iGEM-Teams aus der ganzen Welt ihre Projekte vorstellen; wir sind schon sehr gespannt!

Wir freuen uns, dass wir zwei weitere, sehr interessante Interviews mit Experten der Malariaforschung führen durften.

Herr Dr. Jacobs vom Bernhard Nocht Institut für Tropenmedizin forscht im Bereich der Immunologie. Durch ihn konnten wir weitere spannende Einblicke in die Ausbreitung von Malaria-übertragenden Mücken erhalten. Zudem wurden gestern mit seiner Hilfe die ab Dienstag anstehenden Mückenexperimente weiter geplant. Wir sind sehr glücklich über die Möglichkeit solche Experimente in der kommenden Woche durchführen zu können.

Herr Dr. Hammond ist Post-Doc am Imperial College in London. Neben einer kurzen Einführung in die Thematik seiner Forschungsarbeiten, diskutierten wir sehr ausgiebig über die Vorteile unseres Projektes und mögliche Verbesserungsmöglichkeiten.

Nur noch vier Tage bis zum Wiki Freeze! Deswegen arbeiten wir jetzt Tag und Nacht an der Fertigstellung unserer Wikiartikel.

Gestern konnten wir erfolgreich eine der wichtigsten Deadlines hinter uns lassen, die sogenannte DNA Submission. Hierbei haben wir die wichtigsten Bausteine unseres Projektes an iGEM versandt.

Übergeordnetes Ziel von iGEM ist es, sogenannte BioBricks zu designen und allen anderen Teams zur Verfügung zu stellen. Dies sind DNA-Bausteine, die bestimmte Kriterien erfüllen müssen, damit ein Arbeiten nach dem Legoprinzip ermöglich wird. Teams können somit fast uneingeschränkt bereits vorhandene Bausteine miteinander kombinieren und weiter ausbauen.

Die nächste bevorstehende Deadline wird dann der sogenannte Wiki Freeze am kommenden Mittwoch sein. Bis dahin müssen alle Teams ihre Projektbeschreibungen und Ergebnisse im sogenannten Wiki hochgeladen haben. Ein Link zu unserem Wiki folgt in Kürze.

In der letzten Woche ist im Labor sehr viel passiert! Unsere Schichten werden immer länger, unsere Motivation steigt von Tag zu Tag. In einer Woche müssen alle unsere Vektoren eingeschickt werden, in zwei Wochen ist die Abgabe unseres Projektberichtes fällig.  

Wir können aber auch immer mehr Erfolge verzeichnen! Es ist uns gelungen, die Laktatdehydrogenase nachzuweisen, ein wichtiges Enzym für die Synthese unserer Lockstoffe. Auch der letzte Woche gezeigte Western Blot hat erfreuliche Ergebnisse gezeigt: Unsere Bakterien können unser Toxin tatsächlich problemlos herstellen.

Sogar Konstrukte, die uns bisher Schwierigkeiten bereitet haben, lassen nun einen Hoffnungsschimmer erkennen. Auf der abgebildeten Agarplatte sind mehr Kolonien gewachsen als in den gesamten letzten Wochen. Nun heißt es: Daumen drücken, dass auch etwas Positives dabei ist!

Heute konnten wir beginnen, sowohl einen unserer Lockstoffe als auch unser Insektizid zu charakterisieren. Wie hier zu sehen ist, werden wir hierbei zunächst eine SDS-PAGE und anschließend eine Coomassie-Färbung bzw. einen Western Blot machen.
Unsere Spannung steigt! Zum einen, weil es für die meisten von uns eine neue Methode ist und zum anderen, weil wir endlich sehen werden, ob unser Insektizid auch produziert wird! Erste Unterschiede im Wachstumsverhalten unserer E. colis, die unsere Stoffe synthetisieren, konnten schon beobachtet werden!

Das beigefügte Video zeigt, wie wir in der vergangenen Woche Alginatkapseln synthetisiert haben, die später die Bakterien in unserer Moskitofalle umschließen sollen.
Derzeit werden diese auf Säurebeständigkeit geprüft. Ergebnisse hierzu folgen!

www.youtube.com/watch

Ende letzter Woche durften wir Altona Diagnostics, einem unserer Sponsoren, einen Besuch abstatten. Im Rahmen des Treffens konnten wir unser Projekt vorstellen und haben viele neue Anregungen mit nach Hause genommen.
Vielen Dank, Altona Diagnostics!

Wir freuen uns heute, von einem sehr spannenden Treffen mit der Deutschen Malaria Gesellschaft (DMG) berichten zu können. Die DMG ist ein Unternehmen, welches an der Entwicklung von Medikamenten gegen Malaria explizit Fosmidomycin arbeitet.
Zunächst haben wir unser Projekt vorgestellt, erklärt und Fragen beantwortet. Der Direktor der DMG, Dr. David Hutchinson, der Tropenmediziner mit 50 Jahren Erfahrung im Kampf gegen Malaria ist, verwies uns unter anderem auf die vielfältigen Anwendungen unseres Projektes und wird uns noch weiteren Kontakt zu wichtigen Forschungsinstituten in Afrika vermitteln.

Vielen Dank nochmal für dieses bereichernde Gespräch! Wir sind gespannt, was noch alles passiert!

Wie bereits beschrieben wurde, arbeiten wir mit vielen anderen iGEM-Teams zusammen. Natürlich freuen wir uns besonders, auch andere Teams bei ihren Projekten zu unterstützen.

In dieser Woche kam dieses tolle Paket vom iGEM-Team Marburg an. Nun werden wir in den folgenden Tagen mithilfe der beigefügten Anleitung einige Experimente durchführen, um unsere Kollegen aus Marburg mit weiteren Daten zu füttern.

Am vergangenen Freitag hatten wir im Rahmen des sogenannten Pizzafreitags am Schülerforschungszentrum (SFZ; www.sfz-hamburg.de) die Möglichkeit hoch interessierten Schülerinnen und Schülern zum Einen den iGEM-Wettbewerb zu erklären und zum Anderen unser diesjähriges Projekt vorzustellen. Vielen Dank für die spannenden Fragen und die tolle Atmosphäre!
 
Vielleicht entsteht aus dieser Kollaboration in den kommenden Jahren ja sogar ein Hamburger "High School" Team bei iGEM.

In Zusammenarbeit mit zwei iGEM-Teams aus 2017 - Düsseldorf und Köln - haben wir kürzlich Plasmide erhalten, die wir für unser Projekt nutzen wollen.
 
Diese DNA ist auf Papier aufgebracht und kann dadurch einfach per Post verschickt werden. Hier ist zu sehen, wie wir die DNA in Wasser lösen, damit wir die Plasmide wieder wie gewohnt benutzen können.

Seit letzter Woche ist es offiziell - wir kooperieren mit dem renommierten Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin! In einem ersten Gespräch mit Herrn Dr. Jacobs konnten wir erste Details einer Kooperation klären.
Wir freuen uns sehr, mit Unterstützung des BNIs unsere Moskitofalle und deren einzelne Komponenten zu testen. Mehr dazu, wenn die Experimente begonnen haben!

(Logo: www.bnitm.de)

Das Projekt unseres diesjährigen iGEM-Teams läuft super!
Hier sieht man einige unserer Ligationen, die gerade mithilfe einer Colony-PCR auf das richtige Konstrukt überprüft wurden. Zu unserer großen Freude, haben viele Ligationen geklappt, was uns mit großen Schritten weiter voranbringt. In dieser Woche werden einige Parts auf ihre gewünschten Eigenschaften überprüft; in der kommenden Woche wird sogar eine für uns neue Methode ausprobiert. Mehr dazu nächste Woche!

Studierende zu einem kostenlosen Seminar einladen und im Gegenzug sogar eine Förderung bekommen? Das geht!
Am letzten Donnerstag war MLP bei uns zu Gast und hat uns viele nützliche Steuertipps für Studierende gegeben. Spaß hat es gemacht und außerdem gab es Unterstützung für unsere Reise nach Boston. Eine Win/Win-Situation!